Bestimmung von Chlorantraniliprol 18,5 % SC im Reisökosystem und dessen Risikobewertung

Oct 05, 2023

Scientific Reports Band 13, Artikelnummer: 5464 (2023) Diesen Artikel zitieren

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Details zu den Metriken

Chlorantraniliprol gehört zur Gruppe der Anthranildiamide und wird häufig gegen ein breites Spektrum von Lepidopteron-Schädlingen bei einer Vielzahl von Gemüse- und Reisschädlingen eingesetzt, darunter Stängelbohrer und Blattfalter des gelben Reises. Beaufsichtigte Feldversuche wurden während Rabi (2018–2019) und Kharif (2019) durchgeführt, um das Dissipationsmuster und die Risikobewertung von Chlorantraniliprol 18,5 % SC im Reisökosystem nach Blattapplikation mit 30 und 60 g ai ha-1 in zwei verschiedenen Anbausaisonen zu bewerten. Die modifizierte QuEChERS-Technik (Quick, Easy, Cheap, Effective, Rugged and Safe) wurde für die Extraktion von CAP-Rückständen mit Acetonitril verwendet und mittels LC-MS/MS (ESI +) bestimmt. Die Quantifizierungsgrenze (LOQ) betrug 0,01 µg g −1 für Reisblätter, Stroh, Hülsen und braunen Reis und 0,005 µg g−1 für Erde. Die durchschnittliche Ausbeute betrug 84,30–88,92 % aus Reisblättern, 94,25–97,81 % aus Stroh, 90,21–93,38 % aus Hülsen, 93,57–96,40 % aus braunem Reis und 89,93–91,14 % aus Erde. Die Rückstände im Reisblatt lösten sich innerhalb von 35–40 Tagen auf, mit einer Halbwertszeit von 4,33–5,07 Tagen in Rabi und 3,92–4,86 Tagen in Kharif bei 30 bzw. 60 g ai ha−1. Die Rückstände im Boden lösten sich innerhalb von 15–21 Tagen auf, mit einer Halbwertszeit von 14,44–15,75 Tagen in Rabi und 13,33–14,44 Tagen in Kharif bei den jeweiligen Dosen. Bei der Ernte wurden keine Rückstände von Chlorantraniliprol in Stroh, Schale und braunem Reis festgestellt. Das ernährungsbedingte Risiko von Reisblättern (Grünfutter) für Rinder wurde als sicher für den Verzehr befunden, da der Gefahrenindex unter eins liegt. Die bodenökologische Risikobewertung ergab für Regenwürmer (Eisenia foetida) und Arthropoden (Aphidiusrhopalosiphi) einen Wert von weniger als eins (RQ < 0,1). Die vorliegende Methode könnte bei der Analyse von Chlorantraniliproler-Rückständen in verschiedenen Getreide- und Gemüsepflanzenökosystemen nützlich sein, und die Anwendung in der empfohlenen Dosis ist für das Endprodukt bei der Ernte sicher.

Reis ist Indiens wichtigste Nahrungspflanze für Forschung, Produktionspriorität und nationale Ernährungssicherheit. Der wiederholte Einsatz von Insektiziden während des gesamten Pflanzenwachstums hat zu einer Kontamination der Umwelt geführt, und ihre Rückstände in Pflanzenprodukten haben zu einer Gesundheitsgefährdung für lebende Organismen geführt1,2. Die Entwicklung umweltfreundlicher neuartiger Moleküle zur Gewährleistung eines geringeren Risikos für die menschliche Gesundheit und die Umwelt hat zu einem besseren Verständnis der möglichen Folgen solcher giftigen Chemikalien geführt.

Zu Chlorantraniliprol (CAP) 3-Brom-N-[4-chlor-2-methyl-6[methylamin]carbonyl] phenyl]-1-(3-chlor-2-pyridinyl)-1Hpyrazol-5carboxamid gehört ein systemisches Pflanzeninsektizid Gruppe von Anthranildiamiden mit einer einzigartigen Wirkungsweise namens Ryanodin-Rezeptor-Aktivatoren, die die normale Muskelfunktion stören3. Die Aktivierung der Ryanodinrezeptoren von Insekten führt zur unregulierten Freisetzung von Kalzium (Ca2+) aus den Muskelzellen des sarkoplasmatischen Retikulums, was zu beeinträchtigter Muskellähmung, Nahrungsaufnahme, Lethargie und schließlich zum Tod der Insekten führt4. CAP wurde von der US-Umweltschutzbehörde5 als „Pestizid mit reduziertem Risiko“ eingestuft. Es ist in zwei verschiedenen Formulierungen erhältlich, nämlich Chlorantraniliprol 18,5 % SC (Suspensionskonzentrat) und 0,4 % G (Granulat), empfohlen bei 150 ml ha−1 bzw. 10 kg ha−1, gegen Gelbreisstängelbohrer und Blattfaltermanagement6. Mit außergewöhnlicher insektizider Wirksamkeit, hoher intrinsischer Aktivität in verschiedenen Lebensstadien von Insekten, keiner Kreuzresistenz mit gängigen Insektiziden, geringer Toxizität für Säugetiere, guten larviziden Eigenschaften, ausgezeichnetem Schutzprofil für Honigbienen und andere nützliche Bestäuber, Arthropoden, Bodenmikroorganismen und Regenwürmer7 .

CAP-Studien konzentrierten sich bisher hauptsächlich auf die chemische Synthese, Wirksamkeit, Toxikologie und Wirkungsweise8,9,10. Es wurden jedoch zahlreiche Analysetechniken zur Identifizierung und Quantifizierung von GAP-Rückständen in verschiedenen Kulturpflanzenökosystemen, nämlich Obst, Gemüse, Hülsenfrüchten und Getreide, beschrieben. In Trauben und Tomaten mittels HPLC mit PDA-Detektor11,12, Blumenkohl mittels HPLC mit Massenspektrometer13, Straucherbse mittels LC-MS/MS14, Mais mittels UPLC-ESI-MS/MS15, Mais mittels UPLC-MS/MS16, Reis unter Verwendung von HPLC-PDA und LC-ESI-MS/MS17,18. Bestimmung verschiedener Pestizidrückstände in Reis19,20,21,22. Die überprüfte Literatur zeigte deutlich, dass die meisten Dissipationsstudien zu CAP im pflanzlichen Ökosystem durchgeführt wurden2,12,23,24,25. Es fehlt jedoch eine Studie zum Reisökosystem mittels LC-MS/MS unter agrarklimatischen Bedingungen in Indien. Daher wird versucht, eine hochempfindliche und reproduzierbare Analysemethode zu entwickeln, die modifizierte QuEChERS-Extraktionstechniken26,27 zur Verarbeitung verschiedener Reismatrizen wie Blätter, Stroh, Hülsen, brauner Reis und Erde verwendet. Die vorliegende Methode ist mit einem angegebenen LOQ von 0,01 μg g-1 (Reisblätter, Stroh, Hülsen und brauner Reis) bzw. 0,005 μg g-1 (Boden) hochempfindlich. Dies sind die Vorteile gegenüber anderen Techniken bei der Spurenanalyse von CAP im Reisökosystem. Alle Matrizen in der vorliegenden Studie sind nach der Ernte als Industrieprodukte, Nahrungsmittelgetreide und Tierfutter verwendbar. Darüber hinaus wurde ein überwachter Feldversuch durchgeführt, um die Persistenz und Zerstreuung von CAP im Reisökosystem zu untersuchen und die Halbwertszeit, die sichere Wartezeit und das Risiko im Zusammenhang mit dem Verzehr grüner Blätter durch Rinder sowie das bodenökologische Risiko für Regenwürmer und Arthropoden zu berechnen.

Der Referenzstandard von CAP (99,50 %) wurde von Dr. Ehrenstorfer (Augsburg, Deutschland) bezogen. Eine kommerzielle Formulierung von Chlorantraniliprol (CAP) 18,5 % SC wurde im örtlichen Pestizidgeschäft in Raichur, Karnataka, Indien, beschafft. Die organischen Lösungsmittel in LC-MS-Qualität (Methanol und Acetonitril) wurden von JT Baker (NJ, USA) mit ≥ 99,50 % bezogen. Wasser in HPLC-Qualität (18,2 MΩ) wurde mit einem Milli-Q-Wasseraufbereitungssystem gesammelt. Graphitierter Ruß (GCB) wurde von Sigma-Aldrich bezogen, und PSA in Analysequalität (primäres sekundäres Amin, 40 μm) wurde von Agilent Technologies India Pvt. bezogen. Ltd., Bangalore. Alle Standardchemikalien und Reagenzien wurden von Himedia, Bengaluru, Indien, bezogen.

Eine Primärstandard-Stammlösung von 1000 μg mL-1 wurde unter Verwendung von Referenzmaterial hergestellt und in Methanol in LC-MS-Qualität gelöst. Darüber hinaus wurden Arbeitsstandardlösungen von etwa 10 µg mL−1 aus der primären Stammlösung hergestellt und auf Linearitätsstudie bekannter Konzentrationen im Bereich von 0,005 bis 1,0 µg mL−1 überprüft. Matrixangepasste Standards mit den gleichen Konzentrationen wurden durch Zugabe einer ungefähren CAP-Lösung mit Kontrollprobenextrakten aus Reisblättern, Stroh, Hülsen, braunem Reis und Erde hergestellt, die separat durch das unten beschriebene Probenvorbereitungsverfahren erhalten wurden. Alle vorbereiteten Lösungen wurden bis zur weiteren Verwendung bei –20 °C aufbewahrt.

Beaufsichtigte Feldversuche wurden an der Agricultural Research Station (ARS) Gangavathis durchgeführt, die in der nordöstlichen Trockenzone (Zone-3) des Bundesstaates Karnataka (semiaride Öko-Subregion) auf einer Höhe von 15° 15′4 N und 76° 31′ liegt. 40 östliche Längengrade mit einer Höhe von 419 m über dem mittleren Meeresspiegel während Rabi (2018–2019) und Kharif (2019), mit 3 Behandlungen und 8 Wiederholungen nach dem Randomized Block Design (RBD). Für dieses Experiment wurde eine Reissorte mit langer Haltbarkeit, „BPT-5204“ (145–150 Tage), ausgewählt. Alle agronomischen Praktiken wurden nach Bedarf durchgeführt. Zwei Sprays von CAP 18,5 % SC mit 30 g AI ha-1 als empfohlene Dosis (RD) und 60 g AI ha-1 als doppelte empfohlene Dosis (DRD) wurden zwischen dem Vegetations- und Bestockungsstadium (60 und 75 Tage nach dem Umpflanzen) gesprüht. im Abstand von 15 Tagen mit einem großvolumigen Rückenspritzgerät mit Hohlkegeldüse. Beim Sprühen wurde zuerst die niedrigere Dosis und dann die höhere Dosis gesprüht, um eine Kreuzkontamination der Rückstände zu vermeiden. Die Kontrollparzelle wurde mit Wasser besprüht. Es wurde darauf geachtet, die Drift zu verhindern, indem eine Pufferzone von 6 Fuß vorgesehen wurde. Proben von Reisblättern (1 kg) und Erde (1 kg) wurden in regelmäßigen Abständen von 0, 1, 3, 5, 7, 10, 15, 21, 25, 30, 35 und 40 Tagen (2 Stunden nach dem Sprühen) gesammelt nach der zweiten Anwendung von CAP. Von jeder Replikatparzelle wurden Bodenproben aus einer Tiefe von 0–15 cm (10–15 Standorte) mit einem Erdbohrer entnommen, gepoolt und in einem sauberen Behälter aufbewahrt. Fremdstoffe (Steine/Kiesel) wurden entfernt. Bei der Ernte wurden nach dem Standard-Probenahmeverfahren28 Reiskorn- (1 kg) und Strohproben (1 kg) entnommen. Darüber hinaus wurden braune Reisproben durch Entfernen der Schale aus dem Reisfeld gewonnen. Die gesammelten Proben wurden unter Trockeneisbedingungen ins Labor transportiert und in einem Gefrierschrank bei –20 °C aufbewahrt. Die gesammelten Proben wurden entnommen und mit einer validierten Analysemethode analysiert.

In dieser Studie wurde die von Naik et al.29 veröffentlichte Methode zur Extraktion verschiedener Matrizen berücksichtigt. Die Reisblattproben wurden mit einem Hochleistungshomogenisator (Robot Coup) gründlich gemischt, gehackt und mazeriert. Strohproben wurden mit einem Hochleistungsmischer gründlich gemahlen und zur weiteren Analyse durch ein 2-mm-Sieb gegeben. 5 g Probe wurden abgewogen und in ein 50-ml-Polypropylen-Zentrifugenröhrchen überführt. Dann wurde destilliertes Wasser (10 ml) hinzugefügt und 30 Minuten lang stehen gelassen. Dann wurden 20 ml Acetonitril zugegeben und 1 Minute lang gevortext. um das Lösungsmittel mit der Matrix zu interagieren. Anschließend wurde die Probenmischung 3 Minuten lang bei 10.000–13.000 U/min unter Verwendung eines Homogenisators mit geringem Volumen homogenisiert. Anschließend wurden 3 g Natriumchlorid zugegeben und sofort 2 Minuten lang verwirbelt, gefolgt von einer 5-minütigen Zentrifugation bei 5.000 U/min. bei 10 °C. Nach der Zentrifugation wurden 12 ml des Überstands in einem mit 5 g Natriumsulfat vorgefüllten Reagenzglas gesammelt und ausreichend gemischt, um den Feuchtigkeitsgehalt zu entfernen. Dann wurden 8 ml des Überstands in ein 15-ml-Zentrifugenröhrchen mit 0,2 g PSA, 0,4 g wasserfreiem Magnesiumsulfat und 10 mg GCB überführt und die Mischung 2 Minuten lang gevortext, gefolgt von einer 5-minütigen Zentrifugation bei 5000 U/min bei 10 °C. Später wurde 1 ml des Überstands zur weiteren LC-MS/MS-Analyse direkt mit einem 0,22-µm-PTFE-Nylonfilter in Fläschchen filtriert30.

20 g der gesiebten Bodenprobe wurden abgewogen und in einen 250-ml-Erlenmeyerkolben überführt, gefolgt von der Zugabe von 12 ml destilliertem Wasser und dem Stehenlassen für 30 Minuten. Dann wurden 20 ml Acetonitril zugegeben und 4 Stunden lang bei 250 U/min in einem Schüttler geschüttelt. Die Mischung wurde dann in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen überführt und 3 Minuten lang bei 5000 U/min bei 10 °C zentrifugiert. Später wurde der Überstand in ein 50-ml-Zentrifugenröhrchen mit 6 g wasserfreiem Magnesiumsulfat, 1,5 g Natriumchlorid, 1,5 g Trinatriumcitrat-Dihydrat und 750 mg Dinatriumhydrogencitrat-Sesquihydrat überführt und die Mischung 1 Minute lang kräftig gevortext, gefolgt von einer Zentrifugation bei 5000 U/min für 5 Minuten bei 10 °C. Nach der Zentrifugation wurden 6 ml Überstand in ein 15 ml-Zentrifugenröhrchen mit 150 mg PSA und 900 mg wasserfreiem Magnesiumsulfat überführt und 30 Sekunden lang gevortext, gefolgt von einer 5-minütigen Zentrifugation bei 5000 U/min. Dann wurden 3 ml Überstand in ein Reagenzglas überführt und der Inhalt mit einem Stickstoff-Flashverdampfer bei 35 °C nahezu zur Trockne eingedampft. Anschließend wurde der Rückstand mit 1,5 ml Methanol rekonstituiert und der Inhalt mit einem 0,22-µ-PTFE-Nylonfilter in Autosampler-Glasfläschchen für die LC-MS/MS-Analyse filtriert.

Die UHPLC-Ausrüstung Shimadzu Nexara C. Die Methode wurde mit einer mobilen Phase aus Ammoniumformiatlösung (5 mM) + 2 ml MeOH + 10 μl 0,01 % Ameisensäure als Lösungsmittel (A) und Ammoniumformiat (5 mM) + 10 μl Ameisensäure (0,01 %) standardisiert Methanol-Lösungsmittel (B). Ein Gradientenmodus der mobilen Phase bei einer Flussrate von 0,3 ml/min und einem Injektionsvolumen von 2 µL. Bei einer Anfangskonzentration von 95 % A und 5 % B zu Beginn bis zu 1,20 min. gefolgt von 5 % A und 95 % B bis zu 5,00 Min. Die Gesamtlaufzeit betrug 5,0 Minuten.

Die massenspektrometrische Detektion wurde im Positivionenmodus im LCMS 8040 Triple Quadrupol durchgeführt, das mit Elektrospray-Ionisation (ESI+) ausgestattet war. Im MRM-Modus (Multiple Reaction Monitoring) wurde eine Schätzung durchgeführt, um den intensivsten Massenübergang (m/z-Wert) auszuwählen. Erfassungsparameter für CAP, nämlich Trocknungsgas (15,00 l min-1), Wärmeblocktemperatur (400 °C), Zerstäubungsgasfluss (2,90 l min-1), Ionenquellenspannung (4,5 kV), Desolvatisierungslinientemperatur (250 °C). °C), Einspritzblocktemperatur (250 °C) und Druckgrenze von Pumpe A, Pumpe B (max. 1300 bar, min. 0 bar). Zur Kollision wurde Argongas mit einem Druck von 230 kPa verwendet. Mit dem Programm (LabSolution® Version 1.5) erfolgte die Gerätesteuerung, Datenaufzeichnung und Analyse.

Die quantitative Analysemethode wurde gemäß SANTE/12,682/201931,32 entwickelt und validiert, indem die folgenden Validierungsparameter ermittelt wurden, nämlich Spezifität, Linearität, Matrixeffekt, LOQ, Richtigkeit (Wiederfindung), Präzision (Wiederholbarkeit im Tagesverlauf), Präzision (Reproduzierbarkeit). -interday), Ionenverhältnis.

Spezifität: Die Spezifität in der Matrix für Pestizidrückstände wurde durch die Analyse von sechs einzelnen, nicht angereicherten Blindproben bewertet und mit dem Lösungsmittelstandard auf das Vorhandensein gewünschter Verbindungen verglichen, um mögliche Störungen festzustellen (Abb. 2).

Linearität: Die Überprüfung der Linearität wurde mit einer 7-Punkte-Skala (0,005–1,0 μg mL−1) von CAP, hergestellt in Lösungsmittelstandard und Kontrollmatrixextrakt, bewertet und die Abweichung der injizierten linearen Konzentration von der tatsächlichen linearen Konzentration (Rückstände) basierend auf bewertet lineare Regressionsgleichung. Ein Linearitätsdiagramm wurde erstellt, indem die Konzentrationen gegen die aus dem LC-MS/MS-Chromatogramm erhaltene Peakfläche aufgetragen wurden, und das Bestimmtheitsmaß (R2) wurde ebenfalls aufgezeichnet. Die Residuen wurden nach folgender Formel berechnet:

Matrixeffekt (ME): Die Unterdrückung und Verstärkung des Signals wird als Matrixeffekt bezeichnet und in verschiedenen Extrakten bewertet, um falsch-positive und falsch-negative Ergebnisse zu vermeiden. Die Akzeptanzkriterien lagen bei ± 20 %. Der Matrixeffekt wurde mithilfe der folgenden Formel bewertet:

LOQ: Es wurde durch Spiking auf dem niedrigsten Spike-Niveau bestimmt und erfüllte die Leistungskriterien der Methode für die Richtigkeit mit einer Wiederfindung von 70–120 % und einer relativen Standardabweichung, RSD ≤ 20 %.

Richtigkeit (Wiederherstellung): Gemäß den Richtlinien SANTE/12,682/2019 werden das 1–10-fache der LOQ-Werte akzeptiert. Unbehandelte Kontrollproben wurden mit CAP in drei Konzentrationen angereichert: 0,01, 0,05 und 0,1 μg g-1 für Proben von Reisblättern, Stroh, Schalen und braunem Reis und 0,005, 0,01, 0,02 für Bodenproben

Präzision (Wiederholbarkeit innerhalb eines Tages): Der Wiederholbarkeitstest wurde bestimmt, indem der CAP-Standard der Kontrollmatrix mit dem 1-, 5- und 10-fachen des LOQ-Niveaus mit sechs Wiederholungen zugesetzt und am selben Tag dreimal in LC-MS/MS injiziert wurde. Berechnete die erhaltene Konzentration aus der aufgestockten Probe und berechnete dann die prozentuale Wiederfindung. Die Akzeptanzgrenze für die Wiederherstellung lag bei 70–120 % und RSD ≤ 20 %.

Präzision (Reproduzierbarkeit zwischen Tagen): Die Methodenpräzision wurde im Hinblick auf die Reproduzierbarkeit der relativen Standardabweichung der sechs Replikate ermittelt, die durch ein ähnliches Dotierungsexperiment mit dem 1-, 5- und 10-fachen des LOQ-Niveaus an einem darauffolgenden Tag durchgeführt wurden. Berechnete prozentuale Erholung und RSD durch Vergleich mit einem anderen Tag des Experiments.

Ionenverhältnis: Das Ionenverhältnis wurde basierend auf der Intensität des Quantifizierers und des Qualifikatorions berechnet.

LC-MS/MS-Bestimmung von Chlorantraniliprol zusammen mit dem MRM bei 0,1 µg g-1.

(a) LC-MS/MS-Chromatogramm der Reisblatt-Blankmatrix (b) Reisboden-Blankmatrix.

Die geschätzte tägliche Aufnahme (EDI) wurde berechnet, indem die unter Feldbedingungen erhaltene Rückstandskonzentration (mg/kg) von CAP in Reisblättern mit der durchschnittlichen Pro-Kopf-Verbrauchsrate von Grünfutter (kg Tier − 1 Tag − 1) multipliziert und durch dividiert wurde durchschnittliches Körpergewicht des Tieres. Die durchschnittliche Pro-Kopf-Verbrauchsrate von Grünfutter bei Trocken- und Milchvieh betrug gemäß der NATP-Projektdatenbank 3,40 bzw. 4,75 kg Tier pro Tag, und das durchschnittliche Körpergewicht von Trocken- und Milchvieh beträgt 245 bzw. 280 kg bzw.33. Gemäß dem von der Weltgesundheitsorganisation (WHO, Genf) vorgegebenen Verfahren wurde der Gefahrenindex (HI) geschätzt, indem der EDI (mg kg−1 Tag−1) durch die relevanten Werte der akzeptablen täglichen Aufnahmemenge (ADI), ausgedrückt in mg kg, dividiert wurde −1 Körpergewicht (KG) Tag−1. Der ADI-Wert von CAP beträgt 1,6 mg kg−1 Tag−1. Wenn der Gefahrenindexwert mehr als 1 beträgt, ist das Lebensmittel für den Verzehr durch Rinder ungeeignet oder nicht sicher (inakzeptables Risiko), wohingegen ein Wert von weniger als 1 darauf hinweist, dass es für den Verzehr durch Rinder sicher ist (akzeptables Risiko)34.

Im technischen Leitfaden zur Risikobewertung wurde der Risikoquotient (RQ) für Arthropoden (Aphidius rhopalosiphi) und Regenwürmer (Eisenia foetida) gemäß den Richtlinien35 bewertet. Der akute 14-Tage-LR50-Wert (750 g/ha) für Arthropoden (Aphidius rhopalosiphi) und der LC50-Wert (1098 mg/kg) für Regenwürmer (Eisenia foetida) wurden der Pesticide Properties Database entnommen, um den Risikoquotientenwert für Arthropoden zu bewerten Regenwürmer36,37. Durch Division der Toxizität mit einem Bewertungsfaktor von 1000 wurde die vorhergesagte Konzentration ohne Wirkung (PNEC) berechnet. Der Bodenrisikoquotient wurde anhand der Formel RQ = EC/PNEC berechnet, wobei EC = effektive Konzentration38. Es zeigt ein geringes Risiko an, wenn der RQ ˂ 0,1 beträgt, und wenn die RQ-Werte zwischen 0,1 und 1,0 liegen, deutet dies auf ein mäßiges Risiko hin. Ein RQ von ˃ 1 zeigt ein inakzeptables Risiko von CAP-Rückständen im Reisboden39.

Die quantitative Analysemethode wurde gemäß den Richtlinien SANTE/12,682/201931 entwickelt und validiert. Die beobachteten Massenübergänge und Kollisionsenergien, die bei der Quantifizierung von CAP verwendet wurden, sind in Tabelle 1 aufgeführt. Fragmentierungsionen bei m/z 452,95, 285,90 und 177,05 wurden beobachtet der Produktion-Ionen-Scan von CAP. Der intensivste Übergang (m/z) von 452,95 wurde zur Quantifizierung verwendet, während die Produktionen (m/z) von 285,90 und 177,05 zur Bestätigung von CAP-Rückständen in Proben verwendet wurden (Abb. 1). Bei der entwickelten Methode wurde festgestellt, dass CAP bei einer Retentionszeit von 1,05 ± 0,1 Minuten eluiert. Das Ionenverhältnis zwischen der Intensität des Quantifizierungs-Ions und der Qualifizierer-Ionen wurde als Bestätigungsparameter für die CAP-Analyse in ausgewählten Matrizen verwendet und es wurde festgestellt, dass das Ionenverhältnis bei allen aufgestockten Konzentrationen innerhalb der akzeptablen Grenze von ± 30 % lag. Die Linearität der Methode ergab einen Korrelationskoeffizienten (r2) von 0,999 für alle Matrizen und 0,998 für den Lösungsmittelstandard (Tabelle 2). Der Matrixeffekt betrug 14,42, 18,66, 6,11, 4,39 und 5,78 % für Blatt, Stroh, Schale, braunen Reis und Erde (Tabelle 3). Die Bestimmungsgrenze (LOQ) betrug 0,01 µg g-1 für Reisblätter, Stroh, Hülsen und braunen Reis und 0,005 µg g-1 für Boden (Tabelle 3). Die erzielten durchschnittlichen Ausbeuten betrugen 84,30–88,92 % (Blatt), 94,25–97,81 % (Stroh), 90,21–93,38 % (Schale), 93,57–96,40 % (brauner Reis) und 89,93–91,14 % (Boden) und erfüllten die Akzeptanzkriterien von 70–120 % Erholung und RSD von ≤ 20 % (Abb. 3). Die prozentuale Erholung in Bezug auf Wiederholbarkeit (am selben Tag) und Reproduzierbarkeit (folgender Tag) lag zwischen 70 und 120 % und der RSD von ≤ 20 %. Die Ergebnisse sind in Tabelle 3 dargestellt.

Wiederfindungschromatogramm von (a) Schalen bei 0,01 µg g-1 (b) Reisblatt bei 0,01 µg g-1 (c) Reisstroh bei 0,01 µg g-1 (d) braunem Reis bei 0,01 µg g-1, (e) Boden bei einem Anreicherungsgrad von 0,005 µg g−1.

CAP-Rückstände in Reisblättern und Böden aus Feldversuchen wurden einer Dissipationskinetikgleichung erster Ordnung unterzogen, d. h. Ct = Coe−kt, Ct ist die Konzentration des Pestizids (μg g−1) zum Zeitpunkt t (Tag), Co ist die scheinbare Anfangskonzentration nach der Anwendung (μg g−1) und k ist die Abbaugeschwindigkeitskonstante30. Die Halbwertszeit von CAP (T1/2) wurde als T1/2 = log2/k40 berechnet. T1/2 ist die Halbwertszeit des Insektizids in Reisblättern und im Boden.

Die anfänglichen Ablagerungen, die Abbaudynamik und die Halbwertszeit von CAP in Reisblättern für Rabi und Kharif sind in Tabelle 2 angegeben. Innerhalb der ersten 24 Stunden nach der Behandlung kommt es zu einem schnellen Verlust von CAP-Rückständen, und anschließend wurde eine langsamere Auflösungsrate beobachtet ( Tabelle 4). Die mittlere anfängliche Ablagerung von CAP war in Rabi (2,599 µg g−1) höher als in Kharif (2,347 µg g−1) bei 30 g aiha−1. In ähnlicher Weise ist bei 60 g Aiha−1 auch die Rückstandsablagerung in Rabi (5,975 µg g−1) höher als in Kharif (5,680 µg g−1). Während Rabi wurden die Rückstände von 1,988 auf 0,023 und von 4,735 auf 0,047 µg g−1 abgebaut Dies entspricht einem Verlust von 99,12 bzw. 99,23 % bei RD und DRD. In ähnlicher Weise gingen die Rückstände während Kharif nach der Anwendung allmählich von 1,852 auf 0,012 und von 4,620 auf 0,017 µg g-1 zurück, was den Verlust von 99,49 bzw. 99,70 % bei RD und DRD ausmachte. Die Rückstände lagen in beiden Saisons am 35. und 40. Tag nach der Anwendung bei RD bzw. DRD unter dem Bestimmungsniveau (0,01 µg g−1). Verschiedene Faktoren, nämlich Pestizid und seine Formulierung, Konzentration eines Wirkstoffs, Substrateigenschaften, Pflanzentyp, Wachstum des Pflanzenteils, Form der Pflanze und Wetterparameter wie relative Luftfeuchtigkeit, Temperatur, Niederschlag und Windbewegung, beeinflussen die anfängliche Ablagerung von Rückstände in beiden Saisons30. Die in Reisblättern aufgezeichnete Halbwertszeit betrug 4,33 Tage (Ct = 2,2179e − 0,160 t) (RD) und 5,07 Tage (Ct = 6,1144e − 0,137 t) (DRD) in Rabi und 3,92 Tage (Ct = 2,419e − 0,177 t). ) Tage (RD) und 4,86 ​​(Ct = 5,8263e−0,143t) Tage (DRD) in Kharif bei 30 bzw. 60 g ai ha−1. Die Rückstände zum Zeitpunkt der Ernte in braunem Reis, Schalen und Stroh lagen in beiden angewendeten Dosen unter der Nachweisgrenze (< 0,01 µg g−1), was darauf hindeutet, dass die Anwendung von CAP aus Rückstandssicht sicher ist.

Die durchschnittlichen Rückstände von CAP im Boden betrugen 0,013, 0,030, 0,024, 0,019 und 0,012 µg g-1 nach 0 (2 h), 1, 3, 5 bzw. 7 Tagen für RD und 0,022, 0,052, 0,043, 0,030, 0,025 und 0,022 für DRD nach 0 (2 Stunden), 1, 3, 5, 7 und 10 Tagen bzw. nach dem zweiten Sprühen während der Rabi-Saison (Abb. 4). Während der Kharif-Saison betrugen die durchschnittlichen Rückstände von CAP im Boden 0,012, 0,028, 0,022, 0,017 und 0,011 µg g-1 nach 0 (2 Stunden), 1, 3, 5 und 7 Tagen für RD und 0,020, 0,047, 0,040, 0,034 , 0,025 und 0,018 für DRD nach 0 (2 h), 1, 3, 5, 7 bzw. 10 Tagen (Abb. 5). Die vorliegenden Ergebnisse zeigten einen starken Anstieg der CAP-Rückstände von 2 Stunden bis 1 Tag sowohl in Rabi als auch in Kharif. Die CAP-Rückstände während Rabi lösten sich an 14,44 Tagen auf die Hälfte ihrer Konzentration (T1/2) auf (Ct = 0,0215e0,048t) und 15,75 Tage (Ct = 0,0371e0,044t) und während Kharif betrug die Halbwertszeit 13,33 Tage (Ct = 0,0202e0,052t) bzw. 14,44 Tage (Ct = 0,036e0,048t) für RD bzw. DRD.

Dissipation von Chlorantraniliprol 18,5 % SC im Reisboden während Rabi bei empfohlener Dosis und dem Doppelten der empfohlenen Dosis.

Dissipation von Chlorantraniliprol 18,5 % SC im Reisboden während des Kharif bei empfohlener Dosis und dem Doppelten der empfohlenen Dosis.

Die Rückstandsdissipationsdaten werden zur Berechnung der Risikobewertung von GAP verwendet, das in Reisblättern unter Freilandbedingungen angewendet wird. Der berechnete Gefahrenindex (HI) betrug 0 Tage (nach 2 Stunden) nach der Anwendung von CAP weniger als eins, unabhängig von den Dosen in beiden Jahreszeiten (Tabellen 5 und 6), was darauf hinweist, dass Reisblätter sowohl in Trocken- als auch in Milchform sicher für den Verzehr geeignet waren Vieh.

Der RQ von CAP im Boden zeigte bei beiden Dosierungen nach der Anwendung ein geringes Risiko (RQ ˂ 0,1) für Arthropoden und Regenwürmer (Tabelle 7). Ähnliche Ergebnisse wurden beobachtet, als CAP auf Tomatenfeld- und Okrafeldboden angewendet wurde2,25.

In der vorliegenden Studie wurde eine LC-Massenspektrometrie-Analysemethode für CAP in verschiedenen Reismatrizen (Blätter, Hülsen, Stroh, brauner Reis und Erde) entwickelt und validiert. Die CAP-Rückgewinnung in verschiedenen Matrizen lag im Bereich von 70–120 % mit zufriedenstellender Präzision (RSD ≤ 20 %). Die Dissipationsstudie von CAP in Reisblättern während beider Jahreszeiten zeigt einen Unterschied in der Rückstandsablagerung, der auf verschiedene chemische und physikalische Faktoren zurückzuführen sein kann, die eine wichtige Rolle beim Pestizidabbau spielen, nämlich Licht, Hitze, Feuchtigkeit und pH-Wert15,16. CAP-Rückstände im Reisblatt verschwinden mit der Zeit, obwohl der Verlust des eingesetzten Pestizids auch von der durch das Wachstum der behandelten Pflanze verursachten Verdünnung abhängen kann. Die Halbwertszeit von CAP in Reisstroh (3,50 Tage) wurde in der chinesischen Provinz Zhejiang beobachtet18; 3,2, 4,4 und 6,3 Tage (Reisstroh) in den Regionen Zhejiang, Hunan und Shandong in China41, bei Maisstroh 4,9 und 5,4 Tage in den Regionen Henan und Shandong in China15. Bhardwaj et al.17 berichteten, dass CAP-Rückstände in Basmatireispflanzen 15 und 20 Tage nach der Anwendung unter der Bestimmungsgrenze von 0,05 mg kg−1 lagen und keine Hinweise auf das Vorhandensein von CAP-Rückständen in Basmatikörnern, Kleie, Schalen und Stroh gaben bei der Ernte. Vijayasree et al.23 berichteten, dass die anfänglichen CAP-Ablagerungen in Kuherbsenfrüchten 0,55 mg kg-1 bei 30 g ai ha-1 betrugen und 10 Tage nach der Anwendung des Pestizids unter der Bestimmungsgrenze von 0,05 mg kg-1 lagen. Die anfänglichen Rückstände von CAP bei Einzeldosen (30 g ai ha-1) und doppelten Dosen (60 g ai ha-1) auf den Auberginenfrüchten betrugen 0,72 und 1,48 mg kg-1, während die Rückstände auf Okra-Früchten 0,48 und 0,91 betrugen mg kg−1. Am 10. Tag lagen die Rückstände unter dem nachweisbaren Wert von 0,01 mg kg−124. Die anfänglichen CAP-Ablagerungen betrugen 0,18 bzw. 0,29 mg kg-1 auf Blumenkohlquark bei 9,25 bzw. 18,5 g ai ha-1 und lagen innerhalb von 3 bzw. 5 Tagen unter dem Quantifizierungsniveau von 0,05 mg kg-113. Malhat11 berichtete über das Fortbestehen von CAP-Rückständen in Traubenfrüchten mit einer durchschnittlichen anfänglichen Ablagerung von 2,829 mg kg−1 bei 60 ml pro Feddan, die sich 21 Tage nach der Behandlung bis zur nicht mehr nachweisbaren Grenze auflöste. CAP-Rückstände in Tomatenfrüchten mit anfänglichen Ablagerungen von 2,30 mg kg-1 nach 60 ml pro Feddan sanken innerhalb von 24 Stunden nach Meldung der Anwendung auf 1,712 mg kg-1 und die Rückstände erreichten einen Wert unterhalb der Bestimmungsgrenze von 0,03 mg kg-1 21 Tage nach der Anwendung12. In einer anderen Studie waren die CAP-Rückstände 10 Tage nach dem zweiten Sprühen auf unter das nachweisbare Niveau verschwunden, mit einer Halbwertszeit von 2,21 bzw. 1,26 Tagen in Okra- und Tomatenfrüchten2,25. Die vorliegende Diskussion weist stark auf eine geringere Persistenz hin CAP im pflanzlichen Ökosystem im Vergleich zum Reisökosystem.

Bei der Dissipationsstudie des Bodens kann ein starker Anstieg der CAP-Rückstände von 2 Stunden auf einen Tag auf die chemischen Eigenschaften des CAP zurückzuführen sein, die zum Adsorptionsgleichgewichtszeitraum im Reisfeld-Ökosystem zwischen Wasser und Boden über 2 Stunden beitragen. Die starke Adsorption von CAP im Boden kann auf den höheren Gehalt an organischer Substanz im Boden und den höheren pH-Wert zurückzuführen sein. Die organische Substanz und der pH-Wert des untersuchten Bodens betrugen in der vorliegenden Studie 1,53 % bzw. 7,82. Es ist zu beobachten, dass der Hauptabbau von CAP innerhalb der ersten Woche nach der Anwendung stattfand. In den folgenden Tagen kam es jedoch zu einer langsameren Verschlechterung. Zhang et al.18 beobachteten auch einen starken Anstieg der CAP-Rückstände, der zwischen 2 und 8 Stunden im Reisboden auftrat. Zhang et al.18 fanden heraus, dass die Halbwertszeit von CAP in Reisboden 16,0 Tage betrug, während Malhat et al.12 einen Halbwertszeitwert (t1/2) von 3,66 Tagen für CAP in Tomatenboden berichteten. Die Dissipationsrate im Reisboden war deutlich geringer als im pflanzlichen Ökosystem (Halbwertszeit von 9,0–10,7 Tagen)42. Die terminalen Rückstände im Reisboden lagen zum Zeitpunkt der Ernte in beiden Jahreszeiten unter der nachweisbaren Grenze (< 0,005 µg). g−1) unabhängig von der verwendeten Dosis.

Zusammenfassend wurde eine effiziente, empfindliche und einfache LC-MS/MS-Methode entwickelt und erfolgreich validiert (Wiederherstellung 70–120 % und RSD ≤ 20 %), um CAP-Rückstände im Reisökosystem zu bestimmen. Die Ergebnisse der Studie zeigten, dass CAP bei 30 und 60 g ai ha−1 im Reisökosystem nur von kurzer Dauer ist und keine Rückstände im Stroh und in den geernteten Körnern auftrat. Dies bestätigt, dass zwei Anwendungen in der empfohlenen Menge zur Bekämpfung wichtiger Insektenschädlinge geeignet sein könnten und keine Rückstände im Endprodukt hinterlassen haben. Diese vorgeschlagene Methode könnte bei der Überwachung von GAP-Rückständen in anderen für den Verzehr bestimmten Getreide- und Gemüsepflanzen nützlich sein.

Die während der aktuellen Studie generierten und/oder analysierten Datensätze sind auf begründete Anfrage beim entsprechenden Autor erhältlich.

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Die Autoren danken dem Pesticide Residue and Food Quality Analysis Laboratory (PRFQAL) der University of Agricultural Sciences, Raichur, Karnataka, für die Unterstützung der Laborforschungseinrichtungen und der Agricultural Research Station (ARS) Gangavathi für die Feldforschung.

Dieses Projekt wurde mit finanzieller Unterstützung der Universität als Fakultätsforschungsprogramm durchgeführt [Forschungsstipendiennummer: COM/UAS/5869/2019–20].

Labor für Pestizidrückstände und Lebensmittelqualitätsanalyse, Universität für Agrarwissenschaften, Raichur, Karnataka, 584 104, Indien

Saraswati Mahato, R. Harischandra Naik, M. Bheemanna, MS Pallavi, Sujay Hurali, Saroja Narsing Rao und M. Nagaraj Naik

College of Horticulture, Bangalore, University of Horticultural Sciences, Bagalkot, Indien

R. Harischandra Naik

Labor für Pestizidtoxikologie, Tamil Nadu Agricultural University, Coimbatore, Tamil Nadu, 641003, Indien

M.Paramsivam

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Korrespondenz mit R. Harischandra Naik.

Die Autoren geben an, dass keine Interessenkonflikte bestehen.

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Nachdrucke und Genehmigungen

Mahato, S., Naik, RH, Bheemanna, M. et al. Bestimmung von Chlorantraniliprol 18,5 % SC im Reisökosystem und dessen Risikobewertung. Sci Rep 13, 5464 (2023). https://doi.org/10.1038/s41598-023-32422-w

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Eingegangen: 01. September 2022

Angenommen: 27. März 2023

Veröffentlicht: 04. April 2023

DOI: https://doi.org/10.1038/s41598-023-32422-w

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